紫花茶提取物减轻高脂饮食诱导肥胖大鼠3T3-L1脂肪细胞脂质蓄积和脂肪生成并减轻体重

摘要：本研究评估了紫毛菊氯仿部分(CFTp) 对 3T3-L1 脂肪细胞和高脂饮食 (HFD) 喂养的肥胖大鼠的抗脂肪生成和抗肥胖活性。注意到 CFTp对α-葡萄糖苷酶 (81%) 和脂肪酶 (75%) 活性的显着和剂量依赖性抑制。用 CFTp (250 μg/mL) 处理显着抑制 3T3-L1 脂肪细胞分化和脂质积累。3T3-L1 细胞的半定量 RT-PCR 分析显示过氧化物酶体增殖物激活受体-γ (PPAR- γ )、脂肪酸合酶 (FAS) 和乙酰辅酶 A 羧化酶-2 (ACC-2)的 mRNA 表达下调, 而葡萄糖转运蛋白 4 型 (GLUT-4) 用 CFTp 以剂量依赖性方式上调表达。此外，口服 CFTp (200 mg/kg.b.wt.) 可显着降低高脂饮食 (HFD) 诱导的肥胖大鼠的体重增加、脂肪量、血糖和瘦素水平。总之，这些发现表明 CFTp 具有有效的抗肥胖活性。

关键词

体重,细胞 活力,酶 抑制,脂肪 分解, 3T3-L1 细胞

一、简介

近几十年来，肥胖和相关疾病的流行在世界范围内达到了流行病的程度。超重-肥胖在代谢综合征 (MetS) 中起着核心作用，代谢综合征包括糖尿病、高血压、血脂异常和心血管疾病 (CVD) 等其他疾病。世界卫生组织 2016 年报告提到，全世界有 19 亿成年人超重，其中 6.5 亿人肥胖 [ 1 ] [ 2 ]。饮食习惯、工作文化、蛇行频率增加、体育活动减少和久坐不动的生活方式发生了翻天覆地的变化，这些都是导致世界范围内，尤其是发展中国家的 MetS 病例增加的主要原因。儿童肥胖的情况比成人更令人担忧[ 3 ]。

尽管有一些 FDA 批准的药物可用于治疗肥胖症或糖尿病，但缺乏可同时针对糖尿病和肥胖症的药物。事实上，一些抗肥胖药物由于其副作用已退出市场 [ 4 ] [ 5 ] [ 6 ]。鉴于对安全、有效的抗肥胖和抗糖尿病药物的高需求以及与现有合成药物相关的副作用，越来越有必要探索基于天然产物的治疗替代品。针对减少脂肪生成或/和胰岛素抵抗的关键碳水化合物和脂质代谢酶或分子已被认为是开发有效药物以减轻肥胖或/和糖尿病的潜在手段 [ 7 ]。

已发现干扰与脂质代谢、胰岛素抵抗和脂肪生成相关的关键基因转录调控的化合物，如过氧化物酶体增殖物激活受体-γ、脂肪酸合酶、乙酰辅酶 A 羧化酶 2、葡萄糖转运蛋白 4 型等可用于开发有效的治疗方法 [ 8 ] [ 9 ] [ 10 ] [ 11 ]。据报道，瘦素和脂联素等脂肪因子在调节肥胖和胰岛素抵抗中起决定性作用，因此可以作为治疗分子的目标 [ 12] . 瘦素由白色脂肪组织产生，通过控制下丘脑的特定神经元组在调节能量消耗中发挥负反馈作用。在超重/肥胖受试者中，会出现一种称为瘦素抵抗的情况，导致食物摄入上瘾并最终导致更多肥胖。脂联素的表达与肥胖呈负相关，通过调节 PPAR-γ 和 AMPK 通路发挥作用 [ 13 ]。

Tephrosia purpurea (L.) Pers。是豆科多年生草本植物，分布于亚洲各国。它在经典的阿育吠陀文本中通常被称为“Sarapunkha”，传统上用于治疗咳嗽、感冒、肝硬化、脾肿大、腹部肿胀，并且在民间传说中也用作解毒剂。以前的研究已经确定了几种活性成分，包括黄酮类化合物和其他植物化学物质，如紫檀提取物 [ 14 ]。T. purpurea 提取物的药理研究显示了保肝、抗炎、抗过敏、抗氧化和抗菌活性 [ 15] . 在目前的工作中，我们评估了 T. purpurea 提取物、CFTp 在 3T3-L1 脂肪细胞和 HFD 喂养的肥胖大鼠模型中的抗脂肪生成和抗肥胖活性。

2。材料和方法

2.1。化学品和试剂

阿卡波糖、奥利司他、α-葡萄糖苷酶（货号 G5003）、胰脂肪酶（货号 L3126）、对硝基苯基-吡喃葡萄糖苷 (p-NPG)、对硝基苯基丁酸 (p-NPB)、MTT (3-(4, 5-二甲基噻唑-2-基)-2,5-二苯基溴化四唑)和油红O(ORO)染色溶液购自Sigma Aldrich。Nonidet P40、吗啉丙磺酸 (MOPS)、异丙醇、胰岛素、Dulbecco 改良 Eagle 培养基 (DMEM)、胎牛血清 (FBS)、3 异丁基甲基黄嘌呤 (IBMX)、青霉素和链霉素购自 Thermo Scientifics。使用的其他化学品、溶剂和试剂均为分析级。

2.2. 植物材料收集和馏分制备

T. purpurea 的新鲜整株植物来自印度安得拉邦 Nagari 和 Tirupati 附近的 Chinthalapatteda 地区。他们的身份由分类学家（凭证标本登录号-1259）认证，并存放在蒂鲁帕蒂 SV 大学植物系的植物标本馆。T. purpurea 植物阴干，粉碎成粗粉，冷提取法用氯仿提取。然后在使用硅胶作为柱材料的柱色谱中基于它们的极性使用己烷、乙酸乙酯、氯仿和甲醇分级分离氯仿提取物。所有滤液在Heidolph旋转蒸发仪中减压浓缩。基于植物化学分析，T. purpurea (CFTp) 的氯仿部分用于进一步研究。

2.3. DPPH 抗氧化剂测定

简而言之，在甲醇中制备 0.3 mM DPPH 溶液，并将 500 µL 该溶液添加到 1 mL 不同浓度 (100 - 500 µg/mL) 的 CFTp [ 16 ]。将这些溶液混合并在室温下避光孵育 30 分钟。在 517 nm 处针对没有清除剂的空白测量吸光度。维生素 C 用作标准。根据下式计算抗氧化或自由基抑制活性

% 抑制 = ((Ac – As)/Ac) × 100

其中，Ac——对照的吸光度，As——样品的吸光度。

2.4. 铁还原抗氧化能力 (FRAP) 测定

将 2.5 mL 的 CFTp 等分试样与 2.5 mL 的 0.2 M 磷酸盐缓冲液 (pH 6.6) 和 2.5 mL 的 1% 铁氰化钾混合 [ 17 ]。将混合物在 50°C 下孵育 20 分钟，然后加入 2.5 mL 10% 三氯乙酸并以 3000 rpm 的转速离心 10 分钟。然后，将2.5 mL上层溶液与2.5 mL蒸馏水和0.5 mL 0.1%氯化铁混合，10 min后，在700 nm处测量吸光度。反应混合物吸光度的增加表明 CFTp 的还原能力增加。实验一式三份进行，使用维生素 C 作为阳性对照。

2.5. α-葡萄糖苷酶活性测定

简而言之，将 500 µL 浓度为 100 - 500 µg/mL 的 CFTp 和/或标准抑制剂（阿卡波糖）与 54 µL (1.0 U/mL) α-葡萄糖苷酶溶液（在 100 mM pH 6.8 磷酸盐缓冲液中）一起孵育，然后446 µL 磷酸盐缓冲液在 37˚C [ 18 ] 下 15 分钟。向其中加入 250 µL 在 100 mM 磷酸盐缓冲液 (pH 6.8) 中的对硝基苯基 D-葡萄糖苷溶液 (5 mM)，并在 37˚C 下孵育 20 分钟。使用紫外-可见分光光度计在 405 nm 处读取释放的黄色对硝基苯酚的吸光度。所有读数一式三份测量并考虑平均值。使用下面指定的公式计算酶抑制百分比，抑制活性表示为没有抑制剂的对照的百分比

% 抑制 = ((Ac – As)/Ac) × 100

其中，Ac——对照的吸光度，As——样品的吸光度。

2.6. 胰脂肪酶活性测定

简而言之，通过将 30 µL 脂肪酶溶液 (2.5 mg/mL) 在 10 mM 吗啉丙磺酸 (MOPS) 和 1 mM EDTA (pH 6.8) 中加入到 850 µL Tris 缓冲液 (100 mM Tris-HCl 和 5 mM CaCl 2，pH 7.0) [ 19 ]。然后将 100 µL CFTp (100 - 500 µg/mL) 与 880 µL 酶缓冲液混合，并在 37˚C 下孵育 15 分钟。向其中加入 20 µL 底物溶液（二甲基甲酰胺中的 10 mM 对硝基丁酸苯酯）并在 37˚C 下孵育 15 分钟。通过在 400 nm 处测量对硝基苯丁酸水解为对硝基苯酚的分光光度法测定脂肪酶活性。所有测定一式三份进行，并根据以下公式进行计算。奥利司他用作标准药物。

% 抑制 = ((Ac – As)/Ac) × 100

其中，Ac——对照的吸光度，As——样品的吸光度。

2.7. MTT 测定法的细胞活力

使用补充有 10% FBS 和 1% 抗生素的 DMEM 培养基，将 2500 个细胞/孔或 5000 个成熟脂肪细胞/孔的预融合前脂肪细胞（3T3-L1 细胞，来自 NCCS Pune）接种在 96 孔培养板中，并在37˚C，含 5% CO 2 48 或 72 小时 [ 20] . 然后，用 CFTp 处理细胞。过夜孵育后，通过添加 10 µL MTT [3-(4,5-dimethylthizol-2-yl)-5-(3-carboxymethoxyphenyl)-2-(4-sulfophenyl)-2H-tetrazolium 测定细胞毒性/细胞活力盐]（0.5 mg/mL 在 PBS 中），在 37˚C 下孵育 4 小时。在温育结束时，弃去培养基并用PBS洗涤孔。之后，向所有孔中加入 150 µL 二甲基亚砜 (DMSO)，在室温下持续摇动孵育 30 分钟。使用酶标仪在 540 nm 处读取吸光度，随后将使用以下等式计算细胞活力的百分比 (%)，以确定与活细胞数量成正比的甲臜浓度。

% 增殖抑制 = % 未处理的细胞活力 (100) - % 药物处理的细胞活力。

2.8. 脂肪细胞分化——油红 O 染色法测定细胞脂质含量

3T3-L1 细胞在由补充有 10% 胎牛血清 (FBS) 和 2mM 谷氨酰胺的 DMEM 组成的长入培养基 (GM) 中培养。根据先前描述的完善的方案培养细胞。简而言之，为了分化，将 3T3-1 细胞在 GM 中培养至完全汇合。汇合后两天（称为第 0 天），将细胞切换到由补充有 10% FBS、10 mg/mL 胰岛素、1 M 地塞米松和 0.5 mM IBMX（异丁基甲基黄嘌呤）的 DMEM 组成的分化培养基（DM）并培养三天。接下来，将细胞维持在 DM 中，但仅含有胰岛素 (10 mg/mL)，并且每 2-3 天更换一次培养基。这些细胞通常会在一周内分化成成熟的脂肪细胞。3T3-L1 前脂肪细胞在 CFTp 或载体 (PBS) 存在下如上所述进行分化。

对于油红 O 染色，在孵育期结束时，细胞单层用 PBS（pH 7.4）洗涤两次，并在 PBS 中的 10% 福尔马林缓冲溶液中固定 1 小时，用 DW 洗涤两次，然后用 0.5% 油染色在室温下红色 O 染色 30 分钟。用 DW 洗涤过量的油红 O 染料，并使用数码相机系统在倒置显微镜中拍照。在另一组实验中，染色的脂肪细胞用 60% 异丙醇处理（以提取细胞内油红 O 染色剂）并在 520 nm [ 21 ] 处读取吸光度（光密度，OD）。

脂肪生成百分比计算为处理细胞的 OD/未处理细胞的 OD × 100。

2.9。脂肪分解：甘油含量的测量

测量甘油释放以评估脂肪细胞的脂解作用，并根据 Millipore 试剂盒程序进行检查。简而言之，将分化的脂肪细胞在 37°C 的 5% CO 2气氛中与 CFTp 一起在含有 2% 牛血清白蛋白 (BSA) 的无菌汉克平衡盐溶液中孵育。每隔 12 小时和 24 小时，从 96 孔板中取出 10 µL 上清液，并在单独的 96 孔板中与 80 µL 甘油测定试剂混合。孵育 1 小时后，使用酶标仪在 540 nm 处测量溶液的吸光度 [ 22 ]。甘油释放量通过甘油标准曲线方程计算。也不使用肾上腺素、槲皮素和毛喉素作为阳性标准。

2.10。RT-PCR—mRNA 表达

根据制造商的方案，使用 tri-reagent（Sigma Aldrich，美国）从 3T3-L1 细胞/脂肪组织中分离总 RNA，并使用 DNA 合成试剂盒（Applied Bio Systems，Foster City，USA）逆转录获得 cDNA [ 23 ] . 两纳克 cDNA 用于半定量 RT-PCR。使用以下循环条件进行 38 个循环的 PCR 扩增：94°C 变性 30 秒，59°C 退火 30 秒，72°C 延伸 1 分钟，使用特定的引物。用于PCR分析的引物序列如下：

PPAR-γ F：5'-GACCGAGTGTGACGACAAG-3'；

R：5'-CGTGATTTCTCAGCCGCGT-3'

Glut4 F：5'-AAAAGTGCCTGAAACCAGAG-3'；

R：5'-TCACCTCCTGCTCTAAAAGG-3'

FAS F：5'-ATGTGGTACGGAAGGTGGAG-3'；

R：5'-TGGCTACCTTCGTCTGTGTG-3'

ACC2 F：5'-ACCTTGTTGGGGAGAAGTGC-3'；

R：5'-AGGGCCAAGGTGTCATAAGC-3'

β-肌动蛋白 F：5'-ACCTTCCAGCAGATGTGGAT-3'；

R：5'-AGAAGCACTTGCGGTGCACGA-3'。

2.11。动物和饮食

雄性 WNIN 大鼠和饮食获自印度海得拉巴的国家营养研究所 (NIN)。为确保实验大鼠的安全健康隔离一周后，按照实验设计和随意饮水和标准实验室条件（温度: 22˚C ± 2˚C; 湿度: 40% - 60%) 保持不变。正常饮食包含所有推荐的大量和微量营养素（碳水化合物 56%、蛋白质 18.5%、脂肪 8%、纤维 12% 以及足够水平的矿物质和维生素）。高脂肪饮食含有淀粉 42%、酪蛋白 23%、猪油 23%、胆固醇 2%。纤维素-5%、矿物质混合物 (AIN-93G)-3.5%、维生素混合物 (AIN-93VX)-1%、L-胱氨酸-0.3%、胆碱酒石酸氢盐-0.2%。最初体重为 180-200 克的大鼠被随机分成六组，每组六只 (n = 6)。为了测试 CFTp 的活性，100 或 200 mg/kg b.wt。将 CFTp 悬浮在 0.5% 羧甲基纤维素 (CMC) 中，从 10 日开始口服 42 天一周后使用胃内管。所有实验方案均按照机构动物伦理委员会指南进行（编号：55/2012/(i)/a/CPCSEA/IAEC/SVU/MBJ，Dt：08.07.2012）。

2.12. 实验设计

第 1 组：正常对照（正常饮食对照）

第 2 组：高脂肪饮食 (HFD) 控制

第 3 组：HFD + 奥利司他 5 mg/kg b.wt。

第 4 组：HFD + CFTp 100 mg/kg b.wt。

第 5 组：HFD + CFTp 200 mg/kg b.wt。

2.13. 体重和身体成分参数的测量

使用小动物身体成分分析系统（EM-SCAN，SA-3000 型多功能检测器，美国斯普林菲尔德）通过全身电导率 (TOBEC) 测量每只大鼠的身体成分、体重、脂肪百分比。实验结束时，通过心脏穿刺法从禁食过夜的动物吸入麻醉下采集血液；通过以 2500 rpm 离心 15 分钟分离血浆。

2.14。估计瘦素和脂联素水平

血浆瘦素和脂联素是重要的脂肪因子，它们的水平通过使用酶联免疫吸附测定试剂盒（Crystal Chem，Downers Grove，IL，USA）在实验大鼠中测量，按照制造商的指南重复进行，并以 ng/ng/ 表示毫升。

2.15。口服葡萄糖耐量试验 (OGTT)

在实验结束时进行了 OGTT [ 24 ]。实验大鼠禁食过夜后，口服葡萄糖，剂量为 2.0 g/kg b.wt。在 0、30、60、90 和 120 分钟从眶上窦采集血样。在所有时间间隔估计葡萄糖水平。

2.16。统计分析

使用Turkey's-HSD多范围事后检验p < 0.05 IBM SPSS 23版进行统计分析。数据表示为平均值±标准差（SD）。

3. 结果

3.1。DPPH 和 FRAP 测定 CFTp 的抗氧化活性

通过使用 2,2-diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH) 和 Ferric Reducing Antioxidant Power (FRAP) 测定法测量了 T. purpurea (CFTp) 的氯仿部分的抗氧化能力。CFTp 对 DPPH 自由基的体外抗氧化活性以剂量依赖性方式显示出显着的清除活性，并且在 500 µg/mL CFTp 时其活性接近维生素 C（图 1（A））。同样，CFTp 的剂量依赖性铁还原能力约为抗坏血酸的 75%，表明其潜在的自由基清除活性（图 1 (B)）。

3.2. CFTp对α-葡萄糖苷酶和胰脂肪酶活性的抑制作用

在如图 2 (A) 和图 2 (B) 所示的本研究中，注意到了对 α-葡萄糖苷酶和胰脂肪酶的显着和剂量依赖性抑制。在 500 µg/mL CFTp 时，α-葡萄糖苷酶和胰脂肪酶的最大抑制分别为 81% 和 75%。

3.3. CFTp 对 3T3-L1 细胞活力的影响

CFTp 对 3T3-L1 细胞活力的细胞毒作用在 48

图 1。CETp对自由基清除活性的影响。(A) CFTp 对 DPPH 自由基的体外抗氧化活性。(B) 三价铁降低 CFTp 的抗氧化能力。数据表示为一式三份的平均值±SD。具有不同上标字母的条形之间存在显着差异（p < 0.05）。

图 2。通过体外研究 CFTp 对碳水化合物和脂质代谢酶的影响。(A) α-葡萄糖苷酶活性。(B) 胰腺脂肪酶活性。数据表示为一式三份的平均值±SD。具有不同上标字母的条形之间存在显着差异（p < 0.05）。

h 使用 MTT 法。直至 250 µg/mL 的 CFTp 剂量未观察到细胞毒性作用，但此后，注意到约 10% - 15% 的细胞死亡（图 3 (A)）。

3.4. CFTp 对 3T3-L1 细胞中脂肪细胞分化、脂质含量和甘油释放的影响

油红 O 染色的 3T3-L1 细胞的显微镜观察表明，与未处理的细胞相比，用 CFTp 处理的组显示脂肪细胞数量减少和脂肪细胞中的脂质积累减少（以剂量依赖性方式）（图 3（D））。此外，从 3T3-L1 细胞的脂滴中提取（使用异丙醇）油红 O 染色剂的吸光度测量表明脂肪细胞分化的程度。我们的结果表明，与未经处理的细胞相比，CFTp (250 µg/mL) 可以显着抑制脂肪细胞分化（图 3（乙））。为了了解 CFTp 对 3T3-L1 细胞脂解的影响，通过分光光度法估计甘油释放到周围介质中。与未处理的细胞相比，在用 CFTp 处理的组中观察到甘油含量显着增加，并且在 250 µg/mL 的浓度下观察到最大的脂解活性（图 3 (C)）。

图 3。CFTp 对 3T3-L1 脂肪细胞的影响。(A) 48 小时时显示的细胞活力百分比。(B) 脂肪细胞中的相对脂质含量。(C) 发布到媒体中的甘油含量。(D) 油红 O 染色图片显示脂肪细胞和脂质积累减少（放大 20 倍）。数据表示为一式三份的平均值±SD。具有不同上标字母的条形之间存在显着差异（p < 0.05）。

3.5. CFTp 对 FAS、GLUT4、ACC-2 和 PPAR-γ mRNA 表达的影响

在存在和不存在 CFTp 的情况下，3T3-L1 细胞中 FAS、GLUT4、ACC-2 和 PPAR-γ 的 mRNA 表达（图 4）。随着CFTp浓度的增加，FAS、PPAR-γ和ACC-2的表达下调，而GLUT4的表达上调。它们的表达与看家基因β-肌动蛋白的表达进行了比较。

3.6. CFTp对WNIN大鼠体成分和体重的影响

表 1描述了实验大鼠体重和身体成分的变化。与体重和总脂肪为 302 ±分别为 7.11 克和 29.22 ± 3.04 克。口服 CFTp（100 和 200 mg/kg b.wt.）42 天（12 至 16 周）以剂量依赖性方式显着降低体重和身体成分。在 200 mg/kg b.wt. 的剂量下，CFTp 可以将体重增加和总脂肪分别显着限制为 312 ± 8.16 g 和 96.265 ± 4.78 g。

3.7. CFTp 对瘦素和脂联素水平的影响

图 5描绘了对照和实验性肥胖大鼠的瘦素和脂联素水平。与正常大鼠相比，在 HFD 喂养的肥胖大鼠中发现瘦素水平显着增加，而脂联素水平降低。有趣的是，在喂食 HFD 的肥胖大鼠中，CFTp 治疗显着降低了瘦素水平（p < 0.05），而脂联素水平升高。

参数

ND

HFD

HFD + 奥利司他

HFD + CFTp1

HFD + CFTp2

初始体重 (g)

185±5.72

183 ± 7.12*

187±4.93#

180±8.14#

182±6.58#

最终体重 (g)

302±7.11

478 ± 23.45*

423±14.56#

452±17.25#

446±12.16#

体重增加（克）

117±9.58

295 ± 27.41*

236±12.85#

272±16.94#

264±14.65#

瘦体重 (g)

286.78 ± 12.68

350.755 ± 11.79*

353.28 ± 26.49#

363.675 ± 9.11#

381.16±10.52#

全身脂肪 (g)

15.22±3.04

127.245 ± 2.75*

69.72±2.11#

88.325 ± 3.49#

64.835 ± 4.78#

体内脂肪 （％）

5.03±1.8

26.62 ± 0.7*

16.48±1.9#

19.54±1.6#

14.53±2.1#

脱脂质量 (g)

173.224 ± 3.76

182.164 ± 1.89*

197.384±4.48#

198.74±3.69#

214.172 ± 5.43#

全身 H2O (mg)

737.748 ± 23.58

777.978 ± 30.64*

846.468±37.8#

852.57±29.72#

922.01±32.45#

全身钠 (mg)

1022.8±45.2

1078.675 ± 67.54*

1173.8±89.18#

1182.27±36.7#

1278.7±27.56#

全身钾 (mg)

2106.582 ± 76.48

2217.21 ± 112.31*

2405.56±59.7#

2422.34±44.5#

2613.3±72.71#

表 1。CFTp 对治疗和未治疗大鼠体重和身体成分参数的影响。

表中的所有数据均显示为平均值±SD (n = 6)。* 表示正常对照组和 HFD 对照组之间的显着差异。# 表示 HFD 对照组与其他组之间存在显着差异。CFTp1 = 100 µg/mL；CFTp2 = 200 µg/mL。

图 4。(A) CFTp 对 3T3-L1 脂肪细胞中 FAS、GLUT-4、PPAR-γ 和 ACC-2 mRNA 表达的影响。(B)、(C)、(D) 和 (E) 是这些基因表达水平的图形表示。带有不同上标的条形表示彼此之间存在显着差异（p < 0.05）。

图 5。CFTp 对治疗和未治疗大鼠瘦素和脂联素水平的影响。值是平均值 ± SD，n = 6。值在 *p < 0.05 时具有统计学意义。a* 与正常对照显着不同，b* 与 HFD 对照显着不同。

3.8. 施用 CFTp 可降低 HFD 喂养的肥胖大鼠的血糖水平

图6描绘了对对照和实验性肥胖大鼠进行的口服葡萄糖耐量试验的结果。正常对照组大鼠葡萄糖负荷后 60 min 血糖达到最大值，120 min 降至接近基础水平，而 HFD 诱导的肥胖大鼠血糖升高峰值甚至出现60 分钟后并在接下来的 60 分钟内保持高位。与 HFD 对照大鼠相比，向肥胖大鼠施用 CFTp（100 和 200 mg/kg b.wt）或奥利司他可导致 60 分钟及以后的血糖水平显着降低。

图 6。CFTp对治疗和未治疗大鼠OGTT期间血糖水平的影响。值是平均值 ± SD，n = 6。值在 *p < 0.05 时具有统计学意义。a* 与正常对照显着不同，b* 与 HFD 对照显着不同。

4。讨论

近年来，肥胖、糖尿病、高血压和心血管疾病的病例急剧增加，使代谢综合征 (MetS) 成为全球常见的公共卫生问题。公众对基于天然产物的疗法代替合成药物的兴趣日益浓厚，因为它们对治疗此类疾病有副作用。脂肪生成是涉及脂肪细胞生长和分裂的关键过程。据报道，调节脂肪细胞分化、脂质代谢、脂肪因子和胰岛素抵抗的药物可减少肥胖和糖尿病。在这里，我们已经证明了 CFTp 在 HFD 喂养的肥胖大鼠中的抗肥胖和抗胰岛素抵抗作用。此外，在 3T3-L1 细胞中 CFTp 的体外处理表现出对脂肪生成的抑制和增加的脂肪分解。总体而言，这些发现支持 CFTp 的药理作用，

抑制碳水化合物和脂质代谢关键酶的活性已被认为是控制肥胖和糖尿病的潜在治疗靶点[ 25 ]。在本研究中，CFTp 显着抑制了 α-葡萄糖苷酶和胰脂肪酶的活性（图 2）。先前对刺槐和无花果植物化学物质的研究表明，抑制 α-淀粉酶、α-葡糖苷酶和胰脂肪酶活性会导致抗肥胖和抗糖尿病活性 [ 26 ] [ 27 ]。Piper 和 Capsicum 提取物通过抑制关键的脂质代谢酶 [ 28 ] [ 29 ] 使饮食诱导的肥胖大鼠模型体重减轻。

我们对 mRNA 表达水平的研究表明，在存在 CFTp 的情况下，PPAR-γ、FAS 和 ACC-2 下调，但 Glut-4 上调。这表明，CFTp 通过调节主转录调节因子 PPAR-γ 以及 ACC-2 和 FAS [ 10 ] [ 11 ] 发挥抗脂肪形成活性。CFTp 对 ACC-2 的下调可能导致脂肪酸氧化增加，并有利于葡萄糖摄取（从 Glut-4 表达增加可见）导致其氧化，并可能有助于降低胰岛素抵抗 [ 9 ]。

在肥胖发展过程中观察到活性氧 (ROS) 水平升高。具有强效抗氧化活性的植物化学物质有助于减轻肥胖疾病。在本研究中，CFTp 显示出有效的抗氧化和自由基清除活性，这可能会提高紫锥菊治疗肥胖和胰岛素抵抗的治疗效率（图 1（A），图 1（B））。特别是，CFTp 中 4-(4-甲氧基苯基)-1H-1,2,3-三唑的存在可作用于 NADPH 氧化酶 (NOX) 或 Toll 样受体 (TLR-4)，从而减少炎症、胰岛素抵抗和肥胖 [ 30 ] [ 31] . 我们的研究结果表明，CFTp 在脂肪生成、高脂血症和胰岛素抵抗的管理中具有有益作用。

5. 结论

这些发现表明，CFTp 通过抑制碳水化合物和脂质代谢的关键酶、调节 HFD 诱导的肥胖大鼠的瘦素和脂联素水平以及通过转录调节 PPAR-γ、FAS、ACC-的 mRNA 表达来减轻胰岛素抵抗和肥胖。 3T3-L1 脂肪细胞中的 2 和 Glut-4 水平。因此，CFTp可以被认为是治疗肥胖和胰岛素抵抗的有效治疗剂。

致谢

作者衷心感谢并感谢 P. Suresh 博士、V. Harishankar 博士；海得拉巴国家营养研究所的 R. Rajender Rao 博士支持我们的动物研究实验。

研究经费

这项工作由印度新德里印度医学研究委员会资助 - 110029（文件号 59/25/2011/BMS/TRM），我们衷心感谢印度新德里 DST-FIST。

缩略语表

CFTp，T. purpurea 的氯仿部分；HFD，高脂肪饮食；HMGR，HMG-CoA还原酶；PPAR-γ，过氧化物酶体增殖物激活受体-γ；FAS，脂肪酸合酶；ACC-2，乙酰辅酶A羧化酶-2；GLUT-4，葡萄糖转运蛋白 4 型；DPPH，2,2-二苯基-1-苦基肼；FRAP，降低抗氧化能力的铁。

利益冲突

作者声明与本文的发表没有利益冲突。

参考

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